Normal Structure, Function, and Histology of the Bone Marrow

a

.

Dog

Rat

Species Source

Melveger et al. (1969)

Jain (1986e)

Kiczak et al. (1976)

Valli et al. (2002)

Myeloid Series

Myeloblast

0.9

±

0.2

0.0

—

1.0

±

0.9

Promeylocyte

2.1

±

0.4

1.3

5.8

±

0.2

2.0

±

0.9

Myelocyte (neutrophilic)

6.3

±

1.0

9.0

5.5

±

0.2

4.4

±

0.9

Myelocyte (eosinophilic)

0.6

±

0.2

0.0

—

—

Metamyelocyte (neutrophilic)

7.9

±

2.17.5

6.2

±

0.3

6.8

±

1.4

Metamyelocyte (eosinophilic)

0.7

±

0.3

2.4

—

—

Band (neutrophilic)

11.3

±

2.2

13.6

11.0

±

0.4

14.8

±

2.7

Band (eosinophilic)

1.2

±

0.4

0.9

—

—

Segmenter (neutrophilic)

23.5

±

1.3

18.4

12.4

±

1.1

11.9

±

3.3

Segmenter (eosinophilic)

0.8

±

0.5

0.3

4.0

±

1.3

2.7

±

0.9

Basophils

0.02

±

0.04

0.0

0.2

±

0.04

0.5

±

0.03

Total Myeloid Series

55.3

53.4

45.144.1

Erythroid Series

Rubriblast

—

0.2

—

0.3

±

0.5

Prorubricyte

6.5

±

0.5

b

3.9

8.8

±

0.8

d

1.7

±

0.8

Rubricyte

—

27.0

—

20.6

±

1.7

f

Metarubricyte

27.6

±

4.4

c

15.3

21.4

±

0.2

e

13.2

±

2.0

Total Erythroid Series

34.146.4

30.2

35.8

Myeloid:Erythroid Ratio

1.7

±

0.4

1.15

1.49

1.23

Lymphocytes

8.2

±

2.7

0.2

0.5

±

0.03

18.7

±

3.6

Plasma cells

0.7

±

0.3

—

3.5

±

0.03

0.4

±

0.5

a

Values for cell types are presented percentages either as a value or mean

±

SD.

b

Value includes rubriblasts and prorubricytes.

c

Value includes rubricytes and metarubricytes.

d

Value includes rubriblasts, prorubricytes and basophilic rubricytes.

e

Value includes and polychromatophilic rubricytes and metarubricytes.

f

Value includes and basophilic, polychromatophilic and normochromic rubricytes.

---

Vol. 34, No. 5, 2006

HISTOLOGY OF THE BONE MARROW

563

F

IGURE

18.—Comparison of details of cytomorphological features between a 5-micron (A) and a 3-micron (B) section stained with hematoxylin & eosin. Femoral

marrow from normal B6C3F1mice.

must be avoided. With initial placement of tissue in a suf-

ficient amount of chelator, solution replacement is usually

not needed.

These decalcifiers may be applied individually or in com-

bination using immersion, microwave, sonication or elec-

trolytic methods. For immersion techniques, tissues are

placed in adequate decalcifier at ambient temperature. This

is the slowest of the aforementioned methods but causes the

least artifactual tissue damage if the sample is overdecal-

cified and H&E staining is generally adequate. Microwave

techniques utilize a microwave to heat a water bath in which

a container with tissue immersed in a decalcifier is placed.

Decalcification is enhanced (especially with the mineral

acids) but it is easy to heat-damage the tissue (especially at

>

45

◦

C). Using 70% power for 20 minutes with 10-minute

cool-down intervals help diminish the effects of heat. H&E

staining is generally adequate, but one may see dark marrow

components with sparse, smudged nuclei (probably related

to heat damage). Sonication techniques involve immersing

the tissues in a sonicator containing decalcifier and sonicat-

ing the tissues. The speed of decalcification is enhanced and

H&E staining is adequate, but there can be cytological alter-

ations similar to what occurs using the microwave method.

The electrolytic method involves suspending a single tissue

in an acid decalcifier between 2 electrodes and passing a

weak electrical current to enhance decalcification time. This

method is slightly faster than immersion and the staining is

comparable to the immersion method. However, the setup is

elaborate and not amenable to a high-throughput operation;

this requires frequent solution changes and heat damage can

occur.

Decalcification by ion-exchange varies from the above

methods in that a calcium-sequestering resin is used in com-

bination with an acid decalcifier. This technique appears to

be faster than immersion methods and appears to provide the

best morphology for tissues stained with H&E. A resin (e.g.,

Win-3000) is placed in the bottom of a container, which is

then filled with an acid decalcifier (typically an organic acid

such as formic acid); the tissue(s) are immersed in the decal-

cifier. Since the resin sequesters the calcium, a chemical pre-

cipitation method for determination of demineralization end-

point cannot be performed. The resin may be reused and daily

---

564

TRAVLOS

T

OXICOLOGIC

P

ATHOLOGY

solution changes are unnecessary. However, this method is

not amenable to high throughput operations due to the avail-

ability and cost of the resin, limited tissue capacity in the

decalcification chamber and the time required for thorough

washing of the resin for reuse.