Dilmurod Juraev

---

2038132004.Dilmurod Juraev. 

 

 

Question #1.What pretreatment should be done in MALDI-imaging of 

formalin-fixed and parafilm-embedded (FFPE) tissues? Explain together 

with the reason. 

Answer#1. 

First of all, I have read and tried to analys two articles to find the answer for this  

question. They are: 

1.  Novel In Situ Pretreatment Method for Significantly Enhancing the 

Signal In MALDI-TOF MS of FormalinFixed Paraffin-Embedded Tissue 

Sections. 

2.  Imaging and mapping of mouse bone using MALDI-imaging mass 

spectrometry. 

I’ll  try  to  explain  my  ideas  by  the  both  two  articles.  Many  and  these  two 

articles  show  that,  one  of  the  best  pretreatment  technique  or  way  is  the 

technique of

 

Yu Kakimoto , Tatsuaki Tsuruyama and

 Kawamoto.

 Hirano et 

al. 

(Hirano  et  al.,  2014

)  reported  MALDI-IMS  for  tooth  cryosections 

prepared  by  the  Kawamoto  method  using  adhesive  film  without  any 

pretreatment,  such  as  fixation  or 

decalcification

.  However,  the  signals 

obtained  from  the 

enamel

 and  dentin  were  not  listed  in  the 

metabolomics database. They concluded that almost all of these signals 

were mineral which can interrupt ionization of large components. 

 

Tissues  were  sectioned  (5 μm  for  staining  and  MALDI-IMS  of  fresh 

samples  without  any  pretreatment  by  the  Kawamoto  method 

(

Kawamoto,  2003)

,  and  10 μm  for  MALDI-IMS  of  samples  with 

pretreatment)  with  a  CM  3050 S  cryostat  (Leica  Microsystems).  For 

staining,  the  sections  were  placed  on  normal  glass  slides  and  washed 

with 100% ethanol. For MALDI-IMS, the sections were placed on ITO-

coated glass slides with electrically conducting double-adhesive tape for 

samples without pretreatment, followed by washing with 70% and then 

100% ethanol, and dried. 

Now,  I’ll  try  to  continue  explaining  by  giving  answer  to  following 

questions. 

So, 

What is pretreatment  for MALDI MS-Imaging? 

Here I’ll try to answer to this question by this schematic protocol. A schematic 

of the protocol for MALDI-MS imaging is shown in Figure 2. Here, focused on 

the  most  important  experimental  steps  such  as  sectioning,  pretreatment  of  the 

section,  and  choice  of  matrix  (e.g.,  2,5-dihydroxybenzoic  acid,  α-cyano-4-

---

hydroxycinnamic  acid,  9-aminoacridine)  and  method  for  matrix  application 

(e.g.,  spraying,  deposition,  and  sublimation).  To  obtain  useful  results  with 

MALDI-MS  imaging,  the  sample  pretreatment  step  is  arguably  the  most 

important overall. In particular, the sample type, size, thickness, matrix, method 

of  coating  matrix,  and  other  related  factors  need  to  be  predetermined.  Here,  

focused  on  the  key  aspects  and  related  methods  to  prepare  a  sample  to  ensure 

reliable MALDI-MS imaging data. 

 

 

 

Why is pretreatment improtnat in this field? 

Now I'll try  to give some features of bones, with or without pretreatment. 

Histological and histochemical features of bones with or without 

pretreatment 

To evaluate the influence of fixation and decalcification solutions on the 

histological  and  histochemical  features  of  femurs  and  tibiae, 

cryosections were stained with H-E, Alcian blue, Azan, and PAS. Among 

the  various  fixation  and  decalcification  conditions,  sections  from  TCA-

treated  samples  were  the  most  suitable  to  examine  both  histology  and 

comprehensive  MS  images  (Fig.  1B),  followed  by  samples  decalcified 

with EDTA after  fixation  (Fig.  1C,  D).  Bone  marrow  peeled 

from trabecular  bone surfaces  in  samples  decalcified  with formic 

acid (Fig.  1E,  F).  Cartilage  in  the growth  plate and  bone  marrow  were 

unable  to  keep  their  structure  in  decalcified  samples  without  fixation 

(Fig. 1G, H). There was no difference between samples with Azan or PAS 

staining.  However,  with  Alcian  Blue  staining,  bone  marrow  in  unfixed 

---

and Carnoy/EDTA-treated samples turned dark blue (Fig. 1A, D, G, and 

H